Синтез дейтерированных производных метилфосфоновой кислоты для использования в качестве стандартных соединений в анализе токсичных химикатов

Одним из способов обеспечения высокой достоверности обнаружения, идентификации и точности количественного определения токсичных химикатов (ТХ) в экологических и биомедицинских пробах методами газовой и жидкостной хромато-масс-спектрометрии является использование в качестве добавок к анализируемой пробе внутренних стандартов (ВС), которые, в отличие от целевых ТХ, содержат в своем составе стабильные изотопы – такие, как D, ¹³C, ¹⁵N, ¹⁸O. При этом предпочтение отдается наиболее доступным стабильным дейтерированным соединениям. Меченые стабильными изотопами ВС широко используются в многочисленных исследованиях по разработке методов анализа различных токсичных химикатов – в частности, алкилфосфоновых кислот. Для оперативного и качественного выполнения задач, возлагаемых на назначенную лабораторию, представляется необходимым иметь физический банк образцов меченых стабильными изотопами ВС, соответствующих тем ТХ, появление которых в анализируемых пробах наиболее вероятно. К ним, прежде всего, относятся стабильные продукты разложения таких фосфорорганических отравляющих веществ (ФОВ), как зарин, зоман, циклозарин, VX, VR, CVX, а именно – метилфосфоновая кислота, ее этиловый, изопропиловый, бутиловый, изобутиловый, пинаколиловый и циклогексиловый эфиры, а также соответствующие симметричные диэфиры. Цель работы – синтез дейтерированных производных метилфосфоновой кислоты для использования в качестве стандартных соединений в анализе токсичных химикатов. Нами синтезированы ВС состава дейтерометилфосфоновой кислоты и ее производных: хлорангидридов О-алкиловых эфиров дейтерометилфосфоновых кислот, кислых О-алкиловых эфиров дейтерометилфосфоновых кислот, О,О-диалкиловых эфиров дейтерометилфосфоновых кислот, а также бис-дейтерометиловый эфир дейтерометилфосфоновой кислоты, аддукты тирозина и трипептида Tyr-Thr-Lys с хлорангидидами О-изопропилового и О-циклогексилового эфиров дейтерометилфосфоновой кислоты. Изучены ЯМР ²Н, 31Р, ГХ-МС и ВЭЖХ-МС спектральные характеристики синтезированных веществ.

1. Лебедев А.Т. Масс-спектрометрия в органической химии // Техносфера. М. 2015. С. 509−511.

2. Nyholm J.R., Gustafsson T. Structural determination of nerve agent markers using gas chromatography massspectrometry after derivatization with 3-pyridyldiazomethane // Mass Spectrom. 2013. V. 48. P. 813–822.

3. Subramaniama R., Östin A. Direct derivatization and gas chromatography–tandem mass spectrometry identification of nerve agent biomarkers in urine samples // Journal of Chromatography B. 2013. V. 928. P. 98–105.

4. Połeć I., Kiełczewska A. Alkyl methylphosphonic acids, the degradation products of organophosphorous CWA — preparation and direct quantitative GC-FID analysis // Central European Journal of Chemistry. 2010. V. 8. P. 1251–1265. https://doi.org/10.2478/s11532-010-0102-3

5. Polhuijs M., Langenberg P.J. New Method for Retrospective Detection of Exposure to Organophosphorus Anticholinesterases: Application to Alleged Sarin Victims of Japanese Terrorists // Toxicology and Applied Pharmacology. 1997. V. 146. P. 156−161.

6. Van der Meer J.A., Trap H.C. Comprehensive gas chromatography with Time of Flight MS and large volume introduction for the detection of fluorideinduced regenerated nerve agent in biological samples // J. Chromatography B. 2010. V. 878. P. 1320−1325.

7. Knaack J.S., Zhou Y. High-Throughput Immunomagnetic Scavenging Technique for Quantitative Analysis of Live VX Nerve Agent in Water, Hamburger, and Soil Matrixes // Anal. Chem. 2012. V. 84. P. 10052−10057.

8. Fidder A., Hulst A. G. Retrospective detection of exposure to organophosphorus anti-cholinesterases: mass spectrometric analysis of phosphylated human butyrylcholinesterase // Chem. Res. Toxicol. 2002. V. 15. P. 582−590.

9. Capoun T. Internal standards for quantitative analysis of chemical warfare agents by the GC/MS method: nerve agents // Journal of Analytical Methods in Chemistry. 2020. V. 2020. P. 1−11. https://doi.org/10.1155/2020/8857210

10. Subramaniama R., Åstota C. Determination of S-2-(N,N-diisopropylaminoethyl)- and S-2-(N,Ndiethylaminoethyl) methylphosphonothiolate, nerve agent markers, in water samples using strong anionexchange disk extraction, in vial trimethylsilylation, and gas chromatography–mass spectrometry analysis // Journal of Chromatography A. 2012. V. 1229. P. 86−94. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2012.01.068

11. McGuire M.J., Byers C.E. A rapid and sensitive technique for assessing exposure VX via GC-MS-MS analysis // Journal of Analytical Toxicology. 2008. V. 32. № 1. P. 63–67. https://doi.org/10.1093/jat/32.1.63

12. Halmea M., Karjalainenb M. Development and validation of efficient stable isotope dilution LC–HESI– MS/MS method for the verification of β-lyase metabolites in human urine after sulfur mustard exposure // Journal of Chromatography B. 2011. V. 879. № 13–14. P. 908−914. https://doi.org/10.1016/j.jchromb.2011.02.043

13. Lawrence R.J., Smith J.R. Improvements in the methodology of monitoring sulfur mustard exposure by gas chromatography-mass spectrometry analysis of cleaved and derivatized blood protein adducts // Journal of Analytical Toxicology. 2008. V. 32. № 1. P. 31–36. https://doi.org/10.1093/jat/32.1.31

14. Hayes T.L., Kenny D.V. Feasibility of direct analysis of saliva and urine for phosphonic acids and thiodiglycol-related species associated with exposure to chemical warfare agents using LC-MS/MS // J. Med. Chem. Def. 2004. V. 2.

15. Bennet A.J., Kovach I.M., Bibbs J.A. Catalytic recruitment by phosphonyl derivatives as inactivators of acetylcholinesterase and substrates for imidazolecatalized hydrolysis: .beta.-deuterium isotope effects // J. Am. Chem. Soc. 1989. V. 111. P. 6424.

16. Gilyarov V.A., Shcherbina T.M., Laretina A.P., Kabachnik M.I. GC-MS study of the imide-amide rearrangement // Bull. Russ. Acad. Sci. Div. Chem. Sci. (Engl. Transl.) 1992. V. 41. P. 1931–1934.

17. LiXinhai, Yuan Ling, Wang Qinggang et al. Solid-phase synthesis for novel nerve agent adducted nonapeptides as biomarkers // Tetrahedron Letters. 2017. V. 58. P. 1437–1440.

18. Moravie R. M., Froment F., Corset J. Vibrational spectra and possible conformers of dimethylmethylphosphonate by normal mode analisis // Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 1989. V. 45. P. 1015–1024.

19. Gu M., Turecek F. The precursor scan. A new type of experiment in neutralization-reionization mass spectrometry // Organic Mass Spectrometry. 1993. V. 28. P. 1135–1143.

20. Kins C.F., Dudenko D., Sebastiani D., Brunklaus G. Molecular mechanisms of additive fortification in model epoxy resins: a solid state NMR study // Macromolecules. 2010. V. 43. P. 7200–7211.

21. Abbott A., Sierakowski T., Kiddle J.J. et al. Detailed investigation of the radical-induced destruction of chemical warfare agent simulants in aqueous solution // Journal of Physical Chemistry B. 2010. V. 114. No. 22. P. 7681–7685.

22. Huras B., Konopski L., Zakrzewski J. A simple efficient synthesis of [2H10]deuterated bromfenvinphos by the Perkow reaction // Journal of Labelled Compounds and Radiopharmaceuticals. 2011. V. 54, No. 7. P. 399–400.

23. Крылов В.И., Крылов И.И., Яшкир В.А., Рыбальченко И.В. Синтез О-тирозинфосфорилированных аддуктов различных производных метилфосфоновой и фосфорной кислот в качестве соединений сравнения для анализа биомедицинских проб // Вестник войск РХБ защиты. 2019. Т. 3. № 2. C. 103–110.

24. Petrov K.A., Baksova R.A., Khorkhoyanu L.V. et al. Synthesis of mono(2-ethylhexyl) ester of methylphosphinic acid // Zh. Prikl. Khim. 1966. V. 39. P. 2798.

25. Родин И.А., Байгельдиев Т.М., Крылов В.И. и др. Фосфорилирование тирозина и трипептида (Tyr-Thr-Lys) циклогексил метил- и (дейтерометил) хлорфосфонатами // Журнал общей химии. 2020. Т. 90. № 4. C. 557–562.

26. Rodin I.A., Baygildiev T.M., Krylov V.I. et al. Synthesis of the Tripeptides Tyr-Thr-Lys Phosphorylated with Isopropyl Methyl- and (Deuterometyl) phosphonochloridates as Reference Standards for the Analysis of Biomedical Samples // Russian Journal of General Chemistry. 2019. V. 89. No. 10. P. 2103–2107.