Новые ферментные мишени для фосфорорганических соединений

Декарбоксилаза ароматических аминокислот (ДАА), гистидиндекарбоксилаза (ГД) и глутаматдекарбоксилазы (ГлД) с разной молекулярной массой катализируют наиболее важные реакции биосинтеза нейротрансмиттеров и нейромодуляторов. Пиридоксальфосфат, который служит для этих ферментов кофактором, является фосфорорганическим соединением (ФОС), имеющим структуру, сходную с такими высокотоксичными отравляющими веществами (ОВ), как зарин, зоман, Vx, вещество типа Vx, табун и так называемыми «Новичками» (А230, А232, А234), а также с пестицидами, широко применяемыми в сельском хозяйстве (хлорпирифосом, малатионом, глифосатом, мипафоксом, диазиноном, параоксоном), исходя из их ингибирующего воздействия на холинэстеразы (ХЭ). Цель работы – с помощью методов компьютерного моделирования оценить возможность связывания различных ФОС с каталитическими центрами указанных ферментов вместо кофактора, а также аналогичные взаимодействия декарбоксилаз (ДК) с ФОС, когда активные центры ДК уже содержат встроенный кофактор. Молекулярный докинг показал, что целый ряд из указанных ФОС может конкурировать с кофактором за связывание с активными центрами ДК, причем все исследованные ФОС (пестициды и ОВ) создают препятствия для встраивания кофактора в активный центр ДАА и ГД. Подобные взаимодействия будут приводить к снижению уровня образования продуктов соответствующих каталитических реакций (дофамина, серотонина, фенилэтиламина, серотонина, γ-аминомасляной кислоты) и проявлению ими своих физиологических функций. Установлено, что при наличии кофактора в активном центре исследованных ДК, взаимодействие ряда ФОС с поверхностью этих ферментов возле активного центра усиливается и превышает силу взаимодействия этих же ферментов с их типичными субстратами. При этом максимальное взаимодействие, которое может приводить к существенной инактивации всех исследованных ДК, было выявлено для пестицидов, тогда как для ОВ эффект от их присутствия был ниже. Один из высоких уровней возможного влияния на активность ДК был выявлен для хлорпирифоса и диазинона. Суммарно, для ДК более опасными веществами с высокой потенциальной нейротоксичностью оказались вовсе не ОВ, включая «Новички», а именно пестициды, которые по их известному воздействию на ХЭ, считаются малотоксичными ФОС. Проведенные новые теоретические исследования свидетельствуют о том, что, во-первых, требуются прямые экспериментальные исследования, которые подтвердят произведенные биоинформацинные расчеты; во-вторых, необходим пересмотр давно существующих подходов к оценке нейротоксичности различных ФОС, основанных преимущественно на использовании ХЭ для этих целей; в-третьих, возможно следует сформулировать задачи по разработке и применению новых систем определения потенциально нейротоксичных веществ, действие которых будет основано на применении разных ДК; в четвертых, изучить возможность применения ДК в качестве основы для разработки новых каталитических ферментных детоксификаторов (антидотов) и регенераторов ЦНС.

1. Фосфорорганические нейротоксины / Под ред. Варфоломеева С.Д., Ефременко Е.Н. М.: РИОР, 2020. 380 с. https://doi.org/10.29039/02026-5

2. Mukherjee S., Gupta R.D. Organophosphorus nerve agents: types, toxicity, and treatments // J. Toxicology. 2020. Article ID 3007984. https://doi.org/10.1155/2020/3007984

3. Лягин И.В., Ефременко Е.Н. Ферменты и их формы, используемые для обнаружения фосфорорганических соединений // Вестник войск РХБ защиты. 2021. Т. 5, № 1. С. 22–41. https://doi.org/10.35825/2587-5728-2021-5-1-22-41

4. Greer J.B., Magnuson J.T., Hester K. et al. Effects of chlorpyrifos on cholinesterase and serine lipase activities and lipid metabolism in brains of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) // Toxicol. Sci. 2019. V. 172. P. 146–154. https://doi.org/10.1093/toxsci/kfz167

5. Liu L., Koo Y., Akwitti C. et al. Threedimensional (3D) brain microphysiological system for organophosphates and neurochemical agent toxicity screening // PLoS ONE. 2019. V. 14. P. e0224657. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0224657

6. Brenet A., Somkhit J., Hassan-Abdi R. et al. Organophosphorus diisopropylfluorophosphate (DFP) intoxication in zebrafish larvae causes behavioral defects, neuronal hyperexcitation and neuronal death // Sci. Rep. 2020. V. 10. P. e19228. https://doi.org/10.1038/s41598-020-76056-8

7. Hogberg H.T., de Cássia da Silveira E Sá R., Kleensang A. et al. Organophosphorus flame retardants are developmental neurotoxicants in a rat primary brainsphere in vitro model // Arch. Toxicol. 2021. V. 95. P. 207–228. https://doi.org/10.1007/s00204-020-02903-2

8. Carr R.L., Alugubelly N., de Leon K. et al. Inhibition of fatty acid amide hydrolase by chlorpyrifos in juvenile rats results in altered exploratory and social behavior as adolescents // Neurotoxicology. 2020. V. 77. P. 127–136. https://doi.org/10.1016/j.neuro.2020.01.002

9. Супотницкий М.В. Химическое оружие в ирано-иракской войне 1980–1988 годов. 6. Накопленный опыт лечения поражений отравляющими веществами нервно-паралитического действия // Вестник войск РХБ защиты. 2022. Т. 6. № 1. С. 65–82. https://doi.org/10.35825/2587-5728-2022-6-1-65-82

10. Quaak I., Brouns M.R., van de Bor M. The dynamics of autism spectrum disorders: how neurotoxic compounds and neurotransmitters interact // Int. J. Environ. Res. Public Health. 2013. V. 10. P. 3384–3408. https://doi.org/10.3390/ijerph10083384

11. Han, SW., Shin, JS. Aromatic L-amino acid decarboxylases: mechanistic features and microbial applications // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2022. V. 106. P. 4445–4458. https://doi.org/10.1007/s00253-022-12028-4

12. Bertoldi, M. Mammalian dopa decarboxylase: structure, catalytic activity and inhibition // Arch. Biochem. Biophys. 2014. V. 546. P. 1–7. https://doi.org/10.1016/j.abb.2013.12.020

13. Shan L., Bao A.M., Swaab D.F. Changes in histidine decarboxylase, histamine N-methyltransferase and histamine receptors in neuropsychiatric disorders // In: Histamine and Histamine Receptors in Health and Disease. Handbook of Experiment. Pharmacology. V. 241 / Eds. Hattori Y., Seifert R. Cham, Switzerland: Springer, 2017. P. 259–276. https://doi.org/10.1007/164_2016_125

14. Dade M., Berzero G., Izquierdo C. et al. Neurological syndromes associated with Anti-GAD antibodies // Int. J. Mol. Sci. 2020. V. 21. P. e3701. https://doi.org/10.3390/ijms21103701

15. Martin D.L., Martin S.B., Wu S.J., Espina N. Cofactor interactions and the regulation of glutamate decarboxylase activity // Neurochem. Res. 1991. V. 16. № 3. P. 243–249. https://doi.org/10.1007/BF00966087

16. Giardina G., Montioli R., Gianni S. et al. Open conformation of human DOPA decarboxylase reveals the mechanism of PLP addition to Group II decarboxylases // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2011. V. 108. P. 20514– 20519. https://doi.org/10.1073/pnas.1111456108

17. Aslanli A., Lyagin I., Stepanov N. et al. Bacterial cellulose containing combinations of antimicrobial peptides with various QQ enzymes as a prototype of an ‘enhanced antibacterial’ dressing: In silico and in vitro data // Pharmaceutics. 2020. V. 12. P. e1155. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics12121155

18. Aslanli A., Lyagin I., Efremenko E. Charges’ interaction in polyelectrolyte (nano)complexing of His6-OPH with peptides: Unpredictable results due to imperfect or useless concept? // Int. J. Biol. Macromol. 2019. V. 140. P. 368–376. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2019.08.137

19. Lyagin I., Efremenko E. Theoretical evaluation of suspected enzymatic hydrolysis of Novichok agents // Catal. Commun. 2019. V. 120. P. 91–94. https://doi.org/10.1016/j.catcom.2018.11.019

20. Harvey S.P., McMahon L.R., Berg F.J. Hydrolysis and enzymatic degradation of Novichok nerve agents // Heliyon. 2020. V. 6. P. e03153. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2019.e03153

21. Nepovimova E., Kuca K. Chemical warfare agent NOVICHOK – mini-review of available data // Food Chem. Toxicol. 2018. V. 121. P. 343–350. https://doi.org/10.1016/j.fct.2018.09.015

22. Hrvat N.M., Kovarik Z. Counteracting poisoning with chemical warfare nerve agents // Arh. Hig. Rada. Toksikol. 2020. V. 71. P. 266–284. https://doi.org/10.2478/aiht-2020-71-3459

23. Aslanli A., Lyagin I., Efremenko E. Decarboxylases as hypothetical targets for actions of organophosphates: Molecular modeling for prediction of hidden and unexpected health threats // Food Chem. Toxicol. 2022. V. 161. P. 112856. https://doi.org/10.1016/j.fct.2022.112856

24. Lyagin I., Efremenko E. Enzymes, reacting with organophosphorus compounds as detoxifiers: Diversity and functions // Int. J. Mol. Sci. 2021. V. 22. P. e1761. https://doi.org/10.3390/ijms22041761

25. Efremenko E.N., Lyagin I.V., Klyachko N.L. et al. A simple and highly effective catalytic nanozyme scavenger for organophosphorus neurotoxins // J. Control Release. 2017. V. 247. P. 175–181. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2016.12.037

26. Nandi N.K., Vyas A., Akhtar Md. J., Kumar B. The growing concern of chlorpyrifos exposures on human and environmental health //Pesticide Biochem. Physiol. 2022. V. 185. P. 105138. https://doi.org/10.1016/j.pestbp.2022.105138

27. Tarazona J., Court M.D., Tiramani M. et al. Glyphosate toxicity and carcinogenicity: a review of the scientific basis of the European Union assessment and its differences with IARC // Arch. Toxicol. 2017. V. 91. P. 2723–2743. https://doi.org/10.1007/s00204-017-1962-5

28. Costas-Ferreira C., Durán R., Faro L. Toxic effects of glyphosate on the nervous system: a systematic review // Intern. J. Molec. Sci. 2022. V. 23. P. 4605. https://doi.org/10.3390/ijms23094605

29. Norrrahim M.N.F., Razak M.A.I.A., Shah N.A.A. et al. Recent developments on oximes to improve the blood brain barrier penetration for the treatment of organophosphorus poisoning: a review // RSC Adv. 2020. V. 10. P. 4465–4489. https://doi.org/10.1039/c9ra08599h

30. Kaur S., Singh S., Jaiswal G. et al. Pharmacology of dopamine and its receptors // In: Frontiers in Pharmacology of Neurotransmitters / Eds. Kumar P., Deb P.K. Singapore: Springer, 2020. Chapter 5, P. 143– 182. https://doi.org/10.1007/978-981-15-3556-7_5

31. Speranza L., di Porzio U., Viggiano D. et al. Dopamine: the neuromodulator of long-term synaptic plasticity, reward and movement control // Cells. 2021. V. 10. P. e735. https://doi.org/10.3390/cells10040735

32. Moya-García A.A., Pino-Ángeles A., GilRedondo R. et al. Structural features of mammalian histidine decarboxylase reveal the basis for specific inhibition // Br. J. Pharmacol. 2009. V. 157. P. 4–13. https://doi.org/10.1111/j.1476-5381.2009.00219.x

33. Han, SW., Shin, JS. Aromatic L-amino acid decarboxylases: mechanistic features and microbial applications // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2022. V. 106. P. 4445–4458. https://doi.org/10.1007/s00253-022-12028-4

34. Jiang M, Xu G, Ni J. et al. Improving soluble expression of tyrosine decarboxylase from Lactobacillus brevis for tyramine synthesis with high total turnover number // Appl. Biochem. Biotechnol. 2019. V. 188. P. 436–449. https://doi.org/10.1007/s12010-018-2925-x

35. Choi Y., Han S.-W., Kim J.-S. et al. Biochemical characterization and synthetic application of aromatic L-amino acid decarboxylase from Bacillus atrophaeus // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2021. V. 105. P. 2775–2785. https://doi.org/10.1007/s00253-021-11122-3

36. Nakagawa A., Nakamura S., Matsumura E. et al. Selection of the optimal tyrosine hydroxylation enzyme for (S)-reticuline production in Escherichia coli // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2021. V. 105. P. 5433– 5447. https://doi.org/10.1007/s00253-021-11401-z