Методы идентификации возбудителей опасных и особо опасных инфекционных заболеваний, основанные на анализе нуклеиновых кислот

Одной из основных задач войск радиационной, химической и биологической защиты при установлении факта биологического заражения является точная и быстрая идентификация вызвавшего заражение возбудителя инфекционной болезни. Среди современных способов идентификации опасных и особо опасных патогенных микроорганизмов этим требованиям наиболее полно удовлетворяют способы, основанные на анализе нуклеиновых кислот. Наиболее пригодным из них для индикации с начальной идентификацией считается метод амплификации ДНК посредством полимеразной цепной реакции (ПЦР). Для регистрации результатов ПЦР используют электрофоретическое разделение продуктов амплификации, а также детекцию флуоресцентного сигнала по конечной точке (вариант FLASH) или в режиме реального времени (ПЦР-РВ). Рассмотрены другие варианты амплификации фрагментов ДНК, включая лигазную цепную реакцию (ЛЦР) и изотермическую амплификацию. В статье также описаны способы идентификации микроорганизмов, основанные на секвенировании нуклеиновых кислот, такие как метод мультилокусного сиквенс-типирования (МЛСТ), секвенирование отдельных генов, полногеномное секвенирование. Сделан вывод о том, что выбор методов идентификации микроорганизмов необходимо осуществлять, исходя из целей и задач, материальной базы лаборатории, наличия обученного персонала и объемов финансирования. Несмотря на то, что наиболее информативными являются методы, основанные на секвенировании нуклеотидных последовательностей, в силу своих технологических требований пока их реализация в полевых условиях затруднена.

1. Павлов Д.Л., Онучина Н.В., Кузнецовский А.В. и др. Результаты исследования биологических свойств сибиреязвенных изолятов эпизоотии 2016 года в Ямало-Ненецком автономном округе // Вестник войск РХБ защиты. 2017. Т. 1. № 1. С. 23–32.

2. Глухов А.И., Гордеев С.А., Альтшулер М.Л. и др. Применение гнездовой ПЦР в детекции возбудителя чумы // Клиническая лабораторная диагностика. 2003. № 7. С. 47–50.

3. Arnold T., Neubauer H., Nikolaou K. et al. Identification of Yersinia enterocolitica in minced meat: a comparative analysis of API 20E, Yersinia identification kit and a 16S rRNA-based PCR method // J. Vet. Med. B. Infect. Dis. Vet. Public Health. 2004. V. 51. №. 1. P. 23–27.

4. Higuchi R., Dollinger G., Walsh P.S., Griffith R. Simultaneous amplification and detection of specific DNA sequences // Biotechnology. 1992. V. 10. № 4. P. 413–417.

5. Higuchi R., Fockler C., Dollinger G., Watson R. Kinetic PCR analysis: real time monitoring of DNA amplification reactions // Biotechnology. 1993. V. 11. № 9. P. 1026–1030.

6. Dang C, Jayasena S.D. Oligonucleotide inhibitors of Taq DNA polymerase facilitate detection of low copy number targets by PСR // J. Mol. Biol. 1996. V. 264. P. 268–278.

7. Horton R.M., Hoppe B.L., Conti-Tronconi B.M. AmpliGrease: «hot start» PCR using petroleum jelly // Biotechniques. 1994. V. 16. P. 42–43.

8. Kleppe K., Ohtsuka E., Kleppe R. et al. Studies on polynucleotides. XCVI. Repair replications of short synthetic DNA’s as catalyzed by DNA polymerases // J. Mol. Biol. 1971. V. 56. № 2. P. 341–361.

9. Her M., Kang S.I., Kim J.W. et al. A genetic comparison of Brucella abortus isolates from animals and humans by using an MLVA assay // J. Microbiol. Biotechnol. 2010. V. 20. № 12. P. 1750–1755.

10. Kingston J.J., Tuteja U., Kapil M. et al. Genotyping of Indian Yersinia pestis strains by MLVA and repetitive DNA sequence based PCRs // Antonie van Leeuwenhoek. 2009. V. 96. № 3. P. 303–313.

11. Ребриков Д.В., Саматов Г.А., Трофимов Д.Ю. и др. ПЦР в реальном времени / Под ред. Ребрикова Д.В. М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2011. 223 с.

12. Khatami F., Heidari M., Khatami M. Rapid detection of Escherihia coli O157: H7 by fluorescent amplification-based specific hybridization (Flash) PCR // Iranian Red Crescent Med. J. 2012. V. 14. № 9. P. 594–598.

13. Gibriel A.A., Adel O. Advances in ligase chain reaction and ligation-based amplifications for genotyping assay: detection and applications // Mutation Research/ Reviews in Mutation Research. 2017. V. 773. P. 66–90.

14. Vincent M., Xu Y., Kong H. Helicase-dependent isothermal DNA amplification // EMBO Reports. 2004. V. 5. № 8. P. 795–800.

15. Walker G.T., Fraiser M.S., Schram J.L. et al. Strand displacement amplification – an isothermal, in vitro DNA amplification technique // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20, № 7. P. 1691–1696.

16. Dean F.B., Hosono S., Fang L. et al. Comprehensive human genome amplification using multiple displacement amplification // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. № 8. P. 5261–5266.

17. Schweitzer B., Kingsmore S. Combining nucleic acid amplification and detection // Curr. Opin. Biotechnol. 2001. V. 12. № 1. P. 21–27.

18. Wu L., Liu Q., Wu Z., Lu Z. Detection of HIV cDNA point mutations with rolling-circle amplification arrays // Molecules. 2010. V. 15. № 2. P. 619–626. doi: 10.3390/molecules15020619.

19. Maciejewska A., Jakubowska J., Pawlowski R. Whole genome amplification of degraded and nondegraded DNA for forensic purposes // International Journal of Legal Medicine. 2013. V. 127. № 2. P. 309–319.

20. Zong C., Lu S., Chapman A.R., Xie X.S. Genomewide detection of single-nucleotide and copy-number variations of a single human cell // Science. 2012. V. 338. № 6114. P. 1622–1626. doi: 10.1126/science.1229164.

21. Fang R., Li X., Hu L. et al. Cross-priming amplification for rapid detection of Mycobacterium tuberculosis in sputum specimens // J. Clin. Microbiol. 2009. V. 47. № 3. P. 845–847. doi: 10.1128/JCM.01528-08.

22. Liu W., Dong D., Yang Z. et al. Polymerase Spiral Reaction (PSR). A novel isothermal nucleic acid amplification method // Sci. Rep. 2015. V. 29. № 5. P. 12723. doi: 10.1038/srep12723.

23. Fischbach J., Frohme M., Glokler J. Hingeinitiated Primer-dependent Amplification of nucleic acids (HIP) – a new versatile isothermal amplification method // Sci. Rep. 2017 V. 7. № 1. P. 7683.

24. Aonuma H., Badolo A., Okado K., Kanuka H. Detection of mutation by allele-specific loop-mediated isothermal amplification (AS-LAMP) // Methods Mol. Biol. 2013. V. 1039. P. 121–127. doi: 10.1007/978-1-62703-535-4_10.

25. Fukuta S., Mizukami Y., Ishida A., Kanbe M. Development of loop-mediated isothermal amplification (LAMP)-based SNP markers for shelf-life in melon (Cucumis melo L.) // J. Appl. Genet. 2006. V. 47. № 4. P. 303–308.

26. Itonaga M., Matsuzaki I., Warigaya K. Novel methodology for rapid detection of KRAS mutation using PNA-LNA mediated loop-mediated isothermal amplification // PLоS One. 2016. V. 11. № 3. P. e0151654. doi: 10.1371/journal.pone.0151654.

27. Zhu Q., Gao Y., Yu B. et al. Self-priming compartmentalization digital LAMP for point-of-care // Lab Chip. 2012. V. 12. № 22. P. 4755–4763.

28. Blainey P.C., Quake S.R. Digital MDA for enumeration of total nucleic acid contamination // Nucleic Acids Res. 2011. V. 39. № 4. P. e19.

29. Sidore A.M., Lan F., Lim S.W., Abate A.R. Enhanced sequencing coverage with digital droplet multiple displacement amplification // Nucleic Acids Res. 2016. V. 44. № 7. P. e66. doi: 10.1093/nar/gkv1493.

30. Khorosheva E.M., Karymov M.A., Selck D.A., Ismagilov R.F. Lack of correlation between reaction speed and analytical sensitivity in isothermal amplification reveals the value of digital methods for optimization: validation using digital real-time RT-LAMP // Nucleic Acids Res. 2016. V. 44, № 2. P. e10. doi: 10.1093/nar/gkv877.

31. Player A.N., Shen L.P., Kenny D. et al. Singlecopy gene detection using branched DNA (bDNA) in situ hybridization // J. Histochem. Cytochem. 2001. V. 49. № 5. P. 603–612.

32. Hendricks D.A., Stowe B.J., Hoo B.S. et al. Quantitation of HBV DNA in human serum using a branched DNA (bDNA) signal amplification assay // Am. J. Clin. Pathol. 1995. V. 104. № 5. P. 537–546.

33. Collins M.L., Irvine B., Tyner D. et al. A branched DNA signal amplification assay for quantification of nucleic acid targets below 100 molecules/ml // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. № 15. P. 2979–2984.

34. Horn T., Chang C., Urdea M.S. Chemical synthesis and characterization of branched oligodeoxyribonucleotides (bDNA) for use as signal amplifiers in nucleic acid quantification assays // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4842–4849.

35. Tsongalis G.J. Branched DNA technology in molecular diagnostics // Am. Soc. Clin. Pathol. 2006. V. 126. P. 448–453.

36. Jünemann S., Prior K., Szczepanowski R. et al. Bacterial community shift in treated periodontitis patients revealed by ion torrent 16S rRNA gene amplicon sequencing // PLoS One. 2012. V. 7. № 8. P. е41606.

37. Kunin V., Engelbrektson A., Ochman H., Hugenholtz P. Wrinkles in the rare biosphere: pyrosequencing errors can lead to artificial inflation of diversity estimates // Environ. Microbiol. 2010. V. 12. № 1. P. 118–123. doi: 10.1111/j.1462-2920.2009.02051.x.

38. Пудова Е.А., Чеканова Т.А., Маркелов М.Л. и др. Разработка и апробация ДНК-чипа для индикации возбудителей особо опасных инфекций // Эпидемиология и инфекционные болезни. Актуальные вопросы. 2014. № 3. С. 13–19.

39. Ребриков Д.В., Коростин Д.О., Шубина Е.С., Ильинский В.В. NGS: высокопроизводительное секвенирование / Под ред. Ребрикова Д.В. М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2015. 232 с.

40. Sanger F., Nicklen S., Coulson A. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1977. V. 74. № 12. P. 5463–5467.

41. Nossa C.W. Design of 16S rRNA gene primers for 454 pyrosequencing of the human foregut microbiome // World J. Gastroenterol. 2010. V. 16. № 33. P. 4135–4144.

42. Maiden M.C., Bygraves J.A., Feil E. et al. Multilocus sequence typing: a portable approach to the identification of clones within populations of pathogenic microorganisms // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. № 6. P. 3140–3145.

43. Abbai N.S., Govender A., Shaik R., Pillay B. Pyrosequence analysis of unamplified and whole genome amplified DNA from hydrocarbon-contaminated groundwater // Mol. Biotechnol. 2012. V. 50. № 1. P. 39–40. doi: 10.1007/s12033-011-9412-8.

44. Zhou D., Rao M.S., Walker R. et al. Massively parallel signature sequencing // Methods Mol. Biol. 2006. № 331. P. 285–311.

45. Benthley D.R., Balasubramanian S., Swerdlow H.P. et al. Accurate whole human genome sequencing using reversible terminator chemistry // Nature. 2008. V. 456. № 7218. P. 53–59. doi: 10.1038/nature07517.